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MANUAL DE BACTERIOLOGIA

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Lisette Ramírez

on 5 May 2014

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Manual de Bacteriología Centro de Bachillerato Tecnológico Industrial y de Servicios no. 134 Procesar Técnicas Bacteriológicas Básicas (PTBB) 3° D Laboratorista CLínico Alumnos: Agüero Ramírez Jocelyne Lisette Velasco Godinez María Luvia Objetivo General: Conocer, aplicar e identificar las correctas técnicas básicas de microbiología, empleadas en un laboratorio de especialidad microbiológica, incluyendo el aislamiento observación e identificación de microorganismos patógenos causales de infecciones para los hombres y seres vivos en general. Objetivos Particulares: 1.- Poder conocer e identificar los diversos tipos de microorganismos en base a su morfología, ya sea micro o macroscópica, llevando a cabo el buen uso del microscopio
2.- Aprender correctamente la forma adecuada de realización de técnicas microbiológicas que nos permitirán el aislamiento de los microorganismos para su estudio, cultivo, identificación, clasificación, selección, modificación, propagación, utilización y control. Incluyendo la realización de toma de muestra transporte, manipulación y deposición de dichos microorganismos
3.- Conocer el uso y manejo de los materiales de laboratorio, así como también conocer la utilización de reactivos ocupados en este campo de estudio. INTRODUCCIÓN Los microbios son seres microscópicos, unas veces vegetales elementales unicelulares (bacterias y la mayoría de los hongos inferiores) o pluricelulares (algunos hongos), y otras, animales unicelulares (protozoos); aún más sencillos y mucho más pequeños son los virus, simples moléculas proteicas con vida propia.
Las bacterias, hongos, protozoos y virus, abundan enormemente en la naturaleza y viven como parásitos de plantas y animales, en los que ejercen una acción que casi nunca resultará inofensiva o indiferente, sino perjudicial en grado variable.

La patogenicidad de un determinado microorganismo depende de su capacidad de penetración en el huésped, de su poder de incisión, de su adherencia a los tejidos y de su multiplicación en ellos. Los agentes productores de infecciones producen una amplia diversidad de enzimas (hialuronidasa, lectinasa, colagenasa, coagulasa, fibrinolisina, desoxirribonucleasa, leucocidina, hemolisina, etc.) que favorecen su penetración, así como toxinas y otras sustancias de carácter antigénico, estos factores condicionan el tipo de infección ene l huésped: localizada, si el microrganismo no posee capacidad invasora y solo se multiplica en la puerta de entrada, pudiendo ocasionar toxemia, y generalizada, cuando a partir de un foco primario pasa a la sangre y se difunde a los tejidos.

El laboratorio de Microbiología Clínica desempeña un papel primordial en el contexto de la enfermedad infecciosa, ya que establece el diagnostico de la misma o confirma la sospecha clínica. La demostración del agente etiológico es fundamental para orientar una actitud terapéutica adecuada, de la que depende la evolución del proceso infeccioso. Siempre debe existir un entendimiento completo, y libre intercambio de información, entre el clínico y el laboratorio, tanto antes de solicitar el análisis de una muestra como durante la realización del mismo.

Continuamente se desarrollan nuevos métodos para el aislamiento e identificación de los microrganismos que obligan a poner a punto las técnicas y equipos con el fin de lograr una mayor precisión y prontitud en el análisis. Hoy en día se dispone de medios de cultivo prefabricados y sistemas comerciales de identificación y susceptibilidad, que ahorran tiempo y simplifican las metodologías de trabajo. (PRACTICA No. 9) CARACTERÍSTICAS DE CRECIMIENTO DE CULTIVO DE MICROORGANISMOS EN TUBO Objetivo general
Aprender a describir las características de la morfología macroscópica de crecimiento en tubos con medios líquidos, sólidos y semisólidos Objetivos particulares:

1.Conocer y aplicar algunos métodos usados en el área de microbiología clínica para la siempre de microorganismos en tubos de ensaye en caldo nutritivo & agar inclinado.
2.Trabajar bajo un área correctamente esterilizada, utilizando adecuadamente guantes, gorro quirúrgico y cubrebocas INTRODUCCION:
Para determinar las características de desarrollo de un cultivo puro en tubo, es costumbre observar los siguientes aspectos del cultivo: desarrollo en agar en tubo inclinado, desarrollo en caldo y desarrollo en gelatina.
Las técnicas para hacer crecer bacterias en un cultivo puro fueron desarrolladas por Robert Koch, métodos que son esencialmente utilizados en la misma manera en la actualidad.
El propósito de esta técnicas, es diluir el inoculo lo suficiente en el caldo o en la superficie del agar para obtener crecimiento bacteriano.
Los medios de cultivo se pueden distribuir en tubos, ya sea como caldo o en forma de agar.
El agar puede ser semisólido o solido, generalmente formando un plano inclinado. Después de la siembra del medio de cultivo y después de la incubación, se pueden determinar las características de cultivo del microorganismo.
En los esquemas de interpretación del aspecto del desarrollo bacteriano describe el hecho de que se presentan muchas diferencias entre las bacterias en relación a su aspecto microscópico, además sirve de guía para identificar los grupos principales de bacterias Material: - Diversos cultivos bacterianos con crecimiento masivo en placa de 24 horas.
- Tubos de ensaye de 13 x 100 mm con 3 ml de caldo nutritivo
- Tubos de ensaye de 13 x 100 mm con 3 ml con gelatina nutritiva
- Tubos de ensaye de 13 x 100 mm con 3 ml de agar nutritivo inclinado
- Mecheros
- Asa bacteriológica recta y de inoculación
- Gradilla
- Una lupa de mano Procedimiento 1) Crecimiento en medios líquidos
a. Encender el mechero y colocar en una gradilla todos los tubos de ensaye que contengan los medios de cultivo a utilizar en una posición adecuada en la que se puedan alcanzar sin ninguna dificultad y sin peligro de quemarse.
b. Tomar con una mano la caja con cultivo bacteriano.
c. Tomar el asa de inocular con la otra mano y flamear por completo hasta que se ponga al rojo vivo y enseguida enfriar contando de 20 a 30 segundos y tomar una azada del cultivo.
d. Quitar el tapón al tubo de ensaye, tomándolo con los dedos libres de la mano que sujeta el asa, tener cuidado de no acercar demasiado los tapones al mechero.
e. Flamear el borde de los tubos, introducir la punta del asa e insertar el inoculo dentro del medio de cultivo estéril, sumergiendo el contenido del asa dentro del caldo.
f. Retirar el asa del caldo nutritivo.
g. Flamear de nuevo el borde de los tubos y colocar nuevamente los tapones a sus respectivos tubos de ensaye, flamear el asa de inocular hasta que se ponga al rojo vivo y después retirar.
h. Marcar los tubos, colocando el nombre del medio que utilizo, fecha, su nombre, grupo, equipo y numero de la mesa donde trabajo.
i. Incubar los tubos a 370C durante 24 – 48 horas.
j. Posteriormente en la siguiente sesión de laboratorio revisar los tubos y anotar sus resultados. 2) Crecimiento en tubo con agar inclinado (estría única abierta sobre la superficie del medio).
a. Efectuar los pasos asépticos preliminares de flameado y remoción de tapones como se describió en el inciso anterior.
b. Flamear el asa de inocular, dejar enfriar y tomar un inoculo del cultivo bacteriano que se encuentra en la placa de Petri.
c. Introducir el asa sobre la superficie del agar inclinado, hasta el fondo del tubo de ensaye.
d. Deslizar el asa sobre la superficie del agar inclinado de lado a lado haciendo una estría abierta única e ir retirando el asa poco a poco del interior del tubo, sin romper la superficie del agar.
e. Flamear los bordes de los tubos antes y después de la inoculación y taparlos.
f. Etiquetar los tubos, como se describió en el inciso anterior.
g. Incubar a 370C, de 24 a 48 horas.
h. Revisar el crecimiento en la sesión próxima de laboratorio y reportar lo observado. 3) Crecimiento en tubo con agar inclinado (siembra por picadura y estría)
a. Examinar la placa con cultivo puro y escoger una colonia aislada, marcar su posición con un círculo por el lado exterior de la caja.
b. Flamear la aguja de siembra hasta que se ponga al rojo vivo y enfrié.
c. Levantar la parte superior de la caja de Petri para tomar la porción del cultivo bacteriano seleccionado.
d. Después de haber obtenido el inoculo, quitar el tapón, flamear el borde del tubo e introducir la aguja de inoculación en el agar inclinado por picadura, cuidando que el trayecto de entrada sea el mismo que el de la salida, hasta una profundidad de 2 a 3 mm del fondo del tubo sin tocar el vidrio.
e. Sin sacar la aguja de siembra, deslizar cuidadosamente sobre la superficie inclinada del agar haciendo una estría abierta única, es decir el tubo de agar inclinado presentara la siembra por picadura y estría.
f. Finalmente volver a flamear el borde del tubo y flamear la aguja de siembra hasta el rojo vivo.
g. Etiquetar el tubo con los datos necesarios y que se mencionaron en los incisos anteriores.
h. Incubar a 370C, de 24 a 48 horas
i. Después de la incubación (sesión próxima de laboratorio) reportar lo observado. PARA LA INTERPRETACIÓN DE SUS RESULTADOS UTILIZA EL SIGUIENTE MATERIAL:
1) Características de crecimiento de microorganismos en tubo con medio de cultivo en caldo:
A. - Cantidad:
- Escaso
- Moderado
- Abundante
B. Distribución del desarrollo en caldo:
a. Homogéneo: uniformemente distribuido.
b. Floculante: formación de coágulos o coalescencia de partículas finamente divididas, puede ser escamosa o lanosa en el medio de cultivo en caldo.
c. Formación de película: Desarrollo confinado en la superficie del caldo.
d. Formación de anillo: Formación circular alrededor de una abertura.
e. Formación de membrana: Fina capa que se desarrolla en la superficie del caldo.
f. Puede presentarse:
Sedimento: Desarrollo que se acumula en el fondo en el fondo que puede ser granular o viscoso.
Turbio: Falta de claridad (nebulosa)
Sin crecimiento: No hay cambios, el medio permanece igual como se inoculo inicialmente.
C. Olor: Pútrido, a frutas, imperceptible (sin olor), o bien solamente pútrido. 2) Desarrollo del crecimiento en agar inclinado por estría simple:
Cantidad: escaso, moderado o abundante.
Borde o margen del desarrollo:
Arborescente o ramificado
Perlado
Equinulado
Filiforme o liso
Rizoide
Esparcido
Pigmentación:
Las colonias pueden estar coloreadas o sin color.
Consistencia:
a. Suave: Butirosa (mantequillosa), mucoide o membranosa.
b. Dura: Quebradiza o friable (que se rompe con facilidad), esta característica se determina tocando la colonia con el asa de siembra o con una aguja de inocular, por lo tanto debe ser la última en describirse. 3) Desarrollo del crecimiento en agar inclinado por picadura:
A. El desarrollo puede ser limitado a la línea de picadura.
B. El desarrollo puede haberse expandido mas allá de la zona de picadura, por lo tanto pueden presentarse las siguientes características:
Filiforme
Perlado
Papilar
Vellosa
Arborescente
4) Desarrollo del crecimiento en agar gelatina en tubo:
Digestión de la gelatina: NEGATIVA (Sin licuefacción). El medio de cultivo permanece semisólido, sin cambio, igual como se inoculo.
Digestión de la gelatina: POSITIVA (Con licuefacción), cambia de un estado semisólido a una forma líquida. RUTA DE
TRABAJO Moderado Homogeneo Sin olor Moderado Perlado Sin color Suave Moderado Escaso Arborescente RESULTADOS Agar nutritivo por estria simple
Cantidad: Moderado
Borde: Perlado
Pigmentación: Sin color
Consistencia: Suave Agar nutrivo por picadura y estria
Arborescente
Borde: Filiforme Caldo nutritivo
Cantidad: Moderado
Distribución: Homogénea, turbia
Olor: Pútrido Discusión: En esta practica llevamos a cabo la realización de algunas técnicas empleadas en el cultivo de microorganismos en tubo en el área de microbiológica, con la ayuda de un asa bacteriológica, la cual fue esterilizada al rojo vivo previamente, sembramos dichos microorganismos en agar nutritivo y en caldo nutritivo, en una zona que fue apropiadamente estéril, gracias a la flama de los mecheros, para, de esta manera, lograr observar las características morfológicas de crecimiento en los diversos tubos.
Sembrando en agar nutritivo por: picadura & picadura y estría simple; y en el caso del caldo nutritivo se sembró por picadura, teniendo cuidado que la picadura quede un poco debajo del ras del caldo. Conclusion: Se logro conocer y aprender el correcto método de siembra en medios de cultivo en tubo con agar inclinado y con caldo nutritivo; para las técnicas de picadura y estría simple en el agar nutritivo, sembrando también en caldo nutritivo. Trabajando bajo las normas de bioseguridad sobre el correcto uso de guantes, cubrebocas, bata y gorro quirúrgico dentro de cualquier laboratorio.
Después de sembrados y encubados dichos tubos logramos descubrir y observar la morfología macroscópica del microorganismo, observando, su crecimiento, cantidad, distribución, olor y consistencia.
Este método fue de mucha eficacia para la observación morfológica macroscópica de las bacterias sembradas, observando la Cantidad de crecimiento, el borde o margen, la pigmentación, y la consistencia que adquirió. Aunque no es un método completamente rápido, resulta de gran efectividad para la observación de la morfología. (PRACTICA No. 10) TINCIÓN DE GRAM.
Objetivo general:
Que el alumno aprenda a distinguir las bacterias Gram. Positivas de las Gram. Negativas, utilizando la técnica de Gram. Objetivos específicos:
1.Aprender la correcta forma de realización de un frotis sobre un portaobjetos, con la ayuda de un asa bacteriológica o un hisopo
2.Saber la correcta utilización de los reactivos sobre el frotis, conociendo el tiempo adecuado para lograr una buena tinción.
3.Identificar, de acuerdo a la tinción, si la bacteria es: Gram positivo ( + ) ó Gram negativo ( - ) Introducción: La técnica de coloración de Gram es de gran utilidad en Bacteriología, ya que permite diferenciar las bacterias en Gram Positivas y Gram Negativas. Casi la mitad de las bacterias, son Gram positivas y el resto Gram negativas.
El método fue descubierto por Christian Gram (Danés), en 1884, quien observó que en cortes histológicos que contenían bacterias coloreadas con violeta de genciana y tratadas con solución acuosa de yodo, este colorante podría ser removido del corte histológico con el empleo de alcohol, pero no de las bacterias.
Posteriormente descubrió que no todas las bacterias retenían al violeta de genciana sino que algunas eran decoloradas por acción del alcohol. A las primeras las llamó Gram positivas y a las segundas Gram negativas. Estas que quedan incoloras son teñidas luego mediante el empleo de un colorante de contraste como la safranina, para hacer posible su observación. Material:
Tinción GRAM
Tinte Primario: Cristal violeta, tiñe la bacteria de color violeta
Agente Mordiente: Lugol, forma un complejo insoluble con cristal violeta. Ayuda a adherir el tiente a la célula. Ayuda a resistir la decoloración.
Agente Decolorante: Alcohol acetona o alcohol, el cual sirve como solvente de lípidos y agente deshidratante de proteínas.
Contratinte: Safranina que tiñe de rojo a la bacteria. Procedimiento Técnica de GRAM
Preparación del frotis.
Cristal violeta (30 segundos-1 minuto)
Lavar con agua.
Lugol (1 minuto).
Lavar con agua.
Alcohol etílico al 95% suavemente.
Lavar con agua.
Safranina (45 segundos).
Lavar con agua.
Secar y observar al microscopio Ruta de trabajo Resultados RESULTADOS:
Medio De Sal Y Manitol
Color: Morado
Gram: Positiva
Forma: Cocos
Medio de EMB
Color: Rosas
Gram: negativa
Forma: estafilococos En esta práctica se logro la correcta tinción de un frotis, colocando una gota de Sol. Salina en el portaobjetos para después, con la ayuda del hisopo, realizar el frotis extendiendo la bacteria en el medio líquido (agua) sobre el portaobjetos. Ocupando los diferentes reactivos de la manera correcta y el tiempo indicado logramos teñir el portaobjetos de buena manera. Una vez seco el frotis se observo al microscopio y vimos como resultado que el frotis que se realizo con la bacteria hallada en el medio de Sal y Manitol era Gram + con forma de cocos el frotis que se realizo con la bacteria encontrada en el medio EMB presento Bacterias Gram – en forma de estafilococos. DISCUSIÓN Conslusión: Gracias a la correcta tinción del frotis se logro distinguir las bacterias Gram + de las Gram – de acuerdo a la morfología que presentaban estás al microscopio. Este método se utiliza tanto para poder observar la morfología celular bacteriana, así como también se utiliza para poder realizar una diferenciación bacteriana, sabiendo que las bacterias Gram positivas se tiñen de color azul obscuro o morado y las bacterias Gram negativas se tiñen de un color rosa o rojo. (Practica No 11)
TINCIÓN DE ZIEHL-NEELSEN Objetivos: Objetivo General:
Observar la morfología y la capacidad de tinción de las bacterias acido alcohol
resistente utilizando la técnica de Ziehl Neelsen. Objetivos especificos:
1.Conocer y diferencias los organismos acido-alcohol resistentes
2.Saber la correcta utilización de los reactivos sobre el frotis, conociendo el tiempo adecuado para lograr una buena tinción. Introducción:
La tinción de Ziehl Neelsen (BAAR) es una técnica en que la paredes celulares de ciertos, es una técnica de tinción diferencial rápido y económico, que se basa en que las paredes celulares de ciertas bacterias contienen ácidos grasos.
Por eso se denomina bacilos acido-alcohol resistente o BAAR.
Las micobacterias.la coloración clásica de Ziehl Neelsen requiere calentamiento para el colorante atraviese la pared bacteriana que contiene ceras.
La tinción fue descrita por primera vez por dos médicos Alemanes Franz Ziehl un bacteriólogo y Friedrich Neelsen un patólogo.
Al observar la preparación al microscopio, los organismos acido-alcohol resistentes aparecen teñidas de rojo mientras que el resto de las bacterias aparecen de color azul.
Las especies del genero Mycobacterium, Nocadias y algunos Acitnomicetos, retienen las coloraciones aun después de los procesos de decoloración con ácidos, o con soluciones de acido-alcohol, acido-acetona, por lo que son M.O denominados acido-resistentes. Dicho caracteres es atribuido a un componente lípido (acido micolitico) en las especies bacterianas de las especies del genero Mycobacterium,en los casos de los Criptosporidium y de las endosporas se atribuye a factores de impermeabilidad.
Los componentes y factores mencionados hacen más difícil la penetración del colorante en la célula microbiana, por lo que los procederes para estos colorantes necesitan de la ayuda del calor, de solventes orgánicos o de detergentes. Material Material:
Cultivos bacterianos mixtos de 24 horas de incubación (En cajas de Petri).
Microscopio
Aceite de inmersión
Papel seda para oculares
Puente para tinción (Micro)
Pizeta con agua destilada
Asa bacteriológica
Mechero Reactivos:
Fucsina fenicada o básica (de Kinyoun)
Azul de Metileno
Alcohol acido Material traído por el alumno o equipo:
Pinzas para disección
Cerillos
Alcohol
1 paquete de algodón chico
Lapiz graso o lápiz con punta de diamante
1 paquete de gasas para curación
Colores
Portaobjetos
Asa bacteriológica individual Desarrollo:
1. Se toma la muestra y se hace el frotis en el portaobjetos extendiéndolo de forma giratoria. (Realizar 2 frotis, uno de cada colonia).
2. Se fija la muestra pasándolo el portaobjetos 3 veces por la llama del mechero, a una temperatura adecuada.
3. Con unas pinzas se toma el porta objeto y se coloca sobre el puente o gradilla de tinción.
4. Se cubre la preparación con una solución de FUCSINA FENICADA O FUCSINA BASICA DURANTE 5 MINUTOS EMISIÓN DE VAPORES.
5. Calentar suavemente el portaobjetos con la flama del mechero o bien pase la flama utilizando un rollo de algodón humedecido con alcohol y sostenido con unas pinzas de disección. Hasta que empiece a desprender vapores.
6. Mantener la emisión de vapores durante 5 minutos, tenga cuidado de que el colorante de la preparación no se seque ni hierva, si es necesario agregue mas colorante.
7. Después de este proceso deje enfriar el portaobjetos, escurra el colorante y lave con un chorro suave de agua.
8. Colocar unas gotas de ALCOHOL-ACIDO como solución decolorante y dejarlo sobre el porta objetos por 30 a 60 segundos, hasta que no se observe más colorante y la preparación tome un color rosa claro.
9. Lavar con agua suavemente para detener la decoloración.
10. Agregar a la preparación AZUL DE METILENO durante un minuto.
11. Lavar con agua el exceso de colorante.
12. Dejar secar la al aire en forma vertical
13. Examinar al microscopio con el objetivo de 100X, agregando antes a la preparación una gota de aceite de inmersión . (Practica No 12) ESTERILIZACIÓN Objetivo general:
Que el alumno realice las técnicas de esterilización que se utilizan con mayor frecuencia en el laboratorio de microbiología. Objetivos particulares:
1.Utilizar de manera correcta el autoclave, para la esterilización de material de laboratorio.
2.Conocer la importancia de mantener estériles los materiales de laboratorio. Esterilizar significa eliminar de un objeto o sustancia todas las formas de vida, cuales quieran que estas sean.
En consecuencia, el quipo de laboratorio que se ha esterilizado quede libre de microorganismos vivos.
En el laboratorio microbiológico los materiales que se esterilizan se realizan con tres propósitos principales:
1. Prepararlos para la recolección de las muestras que deberán ser esterilizadas.
2. Destrucción de microorganismos mediante calor:
La energía térmica es la forma más efectiva de esterilización.
Esta puede ser como calor seco o calor húmedo
3. Esterilización por medios mecánicos:
Filtración:
Es el método en el laboratorio para esterilizar líquidos termolábiles.
La esterilización es el proceso mediante el cual se alcanza la muerte de todas las formas de vida microbianas, incluyendo bacterias y sus formas esporuladas altamente resistentes, hogos y sus esporas y los virus.
Se entiende por muerte la perdida irreversible de la capacidad reproductiva del mismo. INTRODUCCIÓN Material o Autoclave
o Agua destilada
o Material a esterilizar
o Cinta testigo
o Bolsas rojas para esterilización de material biológico.
o Mechero
o Franelas 1. Colocar la autoclave sobre el tripie
2. Encender los mecheros para empezar a calentar la autoclave la cual debe contener agua en su interior.
3. Revisar que el nivel del agua sea el adecuado, no debe tocar la parrilla que se encuentra en el interior.
4. Trasladar los materiales que se van a esterilizar (medios de cultivos en caja o tubos de ensaye, materiales a desechar etc.).
5. Colocar los medios de cultivo dentro del autoclave, el material debe colocarse correctamente dentro del equipo para que permita la correcta distribución del vapor de agua. Para ello se deben tomar en cuenta las siguientes precauciones:
Distribuir el material en forma ordenada en toda la superficie interna disponible.
Evitar amontonar el material en un área específica. No colocar el material uno sobre otro.
Evitar que el material toque las paredes del autoclave.
No preparar cestas con tubos donde estos se encuentren demasiado apretados.
6. Una vez realizado lo anterior, cerrar la autoclave siguiendo las indicaciones del profesor. .
7. Una vez que empiece a salir vapor, colocar la válvula, para que la presión comience a subir.
8. Tiene que llegar hasta 15 libras de presión o 121 0C., según las indicaciones de cada uno de los medios a esterilizar.
9. A partir de este momento, deberás tomar el tiempo de 15 minutos o el que se indique para cada medio de cultivo o material.
10. Deberás tener cuidado de que la presión de la autoclave, nunca rebase los 15 libras, ni que esté por debajo de las 15 libras. Esto se puede controlar regulando la flama de los mecheros según te indique el profesor.
11. Transcurridos los 15 minutos, apaga los mecheros, y dejar que se enfrié a temperatura ambiente hasta llegar a cero libras de presión, quitar la válvula de seguridad y la autoclave puede abrirse ¡Antes no ya que podría ocurrir un accidente!
12. La autoclave se abre desde atrás, procurando que nadie quede de frente hacia donde se abre la tapa, ya que saldrá mucho vapor caliente que causa quemaduras. Una vez que se abrió con cuidado, con ayuda de un trapo o de un guante de asbesto, sacar el matraz y dejar que baje su temperatura hasta que este tibio y pueda vaciarse en las cajas de Petri.
13. Esperar que el material alcance la temperatura ambiente antes de almacenarlo
14. Si ya no se va a utilizar la autoclave nuevamente, vaciar el agua con cuidado de no quemarse, lavarla, secarla y guardarla. PROCEDIMIENTO Discusión: En esta práctica se realizo la esterilización de matraces con medios de cultivo, los cuales se vaciarían posteriormente en cajas de Petri, para ocuparlos para la siembra de microorganismo sobre ellos. Logramos utilizar de buena manera la autoclave, fijándonos en los pasos marcados en el procedimiento, teniendo como resultado una buena esterilización de los matraces, gracias a que fuimos constantes en la calibración de la autoclave, esperando 15 minutos que la presión se mantuviera estable en las 15 libras. Una vez transcurrido este tiempo sacamos los matraces ya esterilizados del autoclave con la ayuda de un guante de asbesto, esperamos un lapso de tiempo para que el contenido del matraz no estuviera tan caliente y poder vaciarlo en cajas de Petri. Conocimos y realizamos la correcta manera de esterilización de los matraces que contenían medios de cultivo, sellando estos con un tapón de papel estraza a modo de “gorrito” en la boca del matraz. Dejando actuar el autoclaves sobre los matraces con medio de cultivo, el tiempo indicado y de la manera correcta. Este método de esterilización es de gran importancia dentro de un laboratorio ya que nos ayuda a mantener estériles los medios de cultivos donde se sembraran bacterias que se observaran morfológicamente. CONCLUSIÓN Conclusión final Las prácticas efectuadas en el laboratorio nos ayudaron a conocer, aplicar e identificar algunas técnicas usadas dentro de un laboratorio de microbiología. Estas practicas nos ayudan a saber la forma de aislamiento, observación y clasificación de microorganismos patógenos causales de malestar y enfermedad a los seres vivos, como la técnica de Gram que nos ayuda a diferenciar los microorganismo de acuerdo al color que adquieren al ser teñidos ( Gram + morado o azul y Gram- rosa o rojo) por mencionar un ejemplo .
El aislamiento de dicho patógenos nos ayuda a conocer la morfología macroscópica así como microscópica (utilizando el microscopio óptico) , de las bacterias analizadas para que en su momento, en base a esto se pueda llevar a cabo un tratamiento sobre el ser vivo que presente estas bacterias, llevando de esta manera a un estado de salud física.
En la realización de dichas prácticas logramos familiarizarnos con técnicas y material que utilizaremos en un futuro dentro de un laboratorio, así como también conocimos el uso y la reacción de ciertos reactivos sobre algunas bacterias. -Microbiologia clínica practica
2° edición, P. gracia martos, M.T. fernandez del barrio, F. Paredes Salido, I.S.B.N. 84-7786-205-2, imprenta Repeto- cadiz.
-Introducción a la microbiología/ Microbiology: An Introduction
9° edición, 2007, Gerar J. Tortora, Berdell R. Funke, Christine L. Case, editorial medica panamericana S.A., traducción: Silvia Rondinone, Ubaldo Patrone, Madrid, España.
-Manual de Prácticas de microbiología básica y microbiología de alimentos (Programa de nutrición)
Evangelina Olivas E., Luis Roberto Alarcón, UACJ departamento de ciencias básicas, México, ISBN: 968 7845 28 7, 2004 BIBLIOGRAFÍA Loeza Encarnación Jael Tonatiuh Resultados Damian Flores Zhaid Alejandro
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