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defensa tesis postitulo

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Viviana Gutiérrez

on 28 July 2013

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CONTAMINACION BACTERIANA AMBIENTAL DE CONOS DE GUTAPERCHA UTILIZADOS EN LA CLINICA DE POSTITULO DE ENDODONCIA DE LA USS, SEDE SANTIAGO
Introducción
Objetivos
Metodología
Resultados
Conclusiones
Dra.Viviana Gutiérrez A.
Docente guía: Dr. Hector Monardes C.

Discusión
Referencias Bibliográficas
Primera
etapa
Tercera
etapa
Segunda
etapa
Se reservó un cono para control positivo
El propósito del tratamiento de endodoncia es la limpieza, conformación y desinfección del sistema de canales radiculares, seguido de la obturación de ellos, entonces el diente puede ser restaurado a su función.
La presencia de microbios en el interior del canal, es la principal razón de la infección post tratamiento. Por lo tanto resulta imperativo el mantenimiento de la desinfección obtenida durante el tratamiento. (1, 2)
Los conos de gutapercha son, en la actualidad, el material más utilizado para la obturación del sistema de canales radiculares. Aún cuando los conos de gutapercha son producidos bajo condiciones asépticas y presentan posibles propiedades antimicrobianas, especialmente debido al óxido de zinc,pueden ser contaminados por la manipulación, incluso si se retiran cuidadosamente de sus empaques. (4)
También pueden estar contaminados por los aerosoles y las fuentes físicas durante el proceso de almacenamiento. (5) Por lo tanto, se recomienda la desinfección de los conos de gutapercha antes de la obturación del conducto radicular.(6, 7)
Objetivo general
Objetivos específicos
Detectar la presencia de microorganismos en los conos de gutapercha
Determinar la contaminación bacteriana ambiental de conos de gutapercha utilizados en la clínica de postgrado de la USS, sede Santiago.
Los conos de gutapercha no pueden esterilizarse mediante autoclave convencional o en un horno de aire caliente, por lo tanto, requieren una rápida descontaminación antes de su uso para mantener la cadena aséptica. (7)
Caracterizar especies bacterianas encontradas mediante cultivo y tinción de Gram
Determinar la efectividad de distintos agentes desinfectantes sobre las bacterias encontradas en los conos de gutapercha
4 cajas selladas de conos de gutapercha (Maillefer Instruments, Ballaiges Switzerland) de las series 30, 40, 45 y 50.
Para la primera muestra (semana 0), se tomó un cono desde los dispensadores sellados de fábrica, para comprobar la ausencia de contaminación bacteriana en los conos de gutapercha.

El procedimiento que se repitió durante las siguientes semanas (semanas 1, 2 y 3), se depositó en un tubo de ensayo estéril que contenía caldo de soya tripticasa y fue tapado y llevado al laboratorio
Fueron sembrados en placas de agar soya tripticasa, luego se incubaron las muestras a 37°C por 24 horas en una estufa de cultivo. Una vez verificado el crecimiento bacteriano, con un asa flameada, cada colonia con características distintas fue removida, para ser congelada en leche descremada
Las colonias bacterianas se descongelaron y sembraron en placas de agar soya tripticasa e incubaron a 37°C por 24 horas.
Luego, se realizó una tinción Gram , para la caracterización de las bacterias y posteriormente se observó en un microscopio binocular con objetivo de inmersión con aumento de 100x para determinar especie bacteriana.
Cada especie obtenida fue inoculada en un tubo de ensayo con caldo de soya tripticasa, incubándola a 37°C por 24 horas en una estufa de cultivo.
Microorganismo

16 conos calibre 80
sellados de fábrica
1 minuto
30 segundos
1 minuto
2 minutos
1 NaOCl al 5%
1 NaOCl al 0.5%
1 CHX al 0.12%
1 CHX al 2%
1 Alcohol al 70%
1 NaOCl al 5%
1 NaOCl al 0.5%
1 CHX al 0.12%
1 CHX al 2%
1 Alcohol al 70%
1 NaOCl al 5%
1 NaOCl al 0.5%
1 CHX al 0.12%
1 CHX al 2%
1 Alcohol al 70%
Semana 0

No se encontraron bacterias
Semana 1

Staphylococcus spp.

Lactobacillus spp.
Semana 2

Staphylococcus spp.
Semana 3

No hubo bacterias se encontró un hongo levaduriforme
1.Schirrmeister JF, Liebenow AL, Braun G, Wittmer A, Hellwig E, Al-Ahmad A. Detection and eradication of microorganisms in root-filled teeth associated with periradicular lesions: an in vivo study. J Endod. 2007;33(5):536-40.

2.Nabeshima CK, Machado ME, Britto ML, Pallotta RC. Effectiveness of different chemical agents for disinfection of gutta-percha cones. Aust Endod J. 2011;37(3):118-21.

3.Seabra Pereira OL, Siqueira JF. Contamination of gutta-percha and Resilon cones taken directly from the manufacturer. Clin Oral Investig. 2010;14(3):327-30.

4.Gomes BP, Vianna ME, Matsumoto CU, Rossi VeP, Zaia AA, Ferraz CC, et al. Disinfection of gutta-percha cones with chlorhexidine and sodium hypochlorite. Oral Surg Oral Med Oral Pathol Oral Radiol Endod. 2005;100(4):512-7.

5.da Motta PG, de Figueiredo CB, Maltos SM, Nicoli JR, Ribeiro Sobrinho AP, Maltos KL, et al. Efficacy of chemical sterilization and storage conditions of gutta-percha cones. Int Endod J. 2001;34(6):435-9.

6.Ozalp N, Okte Z, Ozcelik B. The rapid sterilization of gutta-percha cones with sodium hypochlorite and glutaraldehyde. J Endod. 2006;32(12):1202-4.

7.Pang NS, Jung IY, Bae KS, Baek SH, Lee WC, Kum KY. Effects of short-term chemical disinfection of gutta-percha cones: identification of affected microbes and alterations in surface texture and physical properties. J Endod. 2007;33(5):594-8.

8.Goldberg F. Materiales y técnicas de obturación endodóntica: Mundi S.A.I.C. y F.; 1982.

9.Ingle JI, Bakland LK. Endodontics: Williams & Wilkins; 1994. Cap. 4 p.

10.Leonardo MR, Leal JM. Endodoncia: tratamiento de los conductos radiculares: Editorial Médica Panamericana; 1983.

11.Berman LH, Hargreaves KM, Cohen SR. Cohen's Pathways of the Pulp Expert Consult: Elsevier Health Sciences; 2010.

12.Weine FS. Endodontic Therapy: Mosby, Incorporated; 1989.

13.Montgomery S. Chemical decontamination of gutta-percha cones with polyvinylpyrrolidone-iodine. Oral Surg Oral Med Oral Pathol. 1971;31(2):258-66.

14.Moorer WR, Genet JM. Antibacterial activity of gutta-percha cones attributed to the zinc oxide component. Oral Surg Oral Med Oral Pathol. 1982;53(5):508-17.

15.Espinoza JDM. Endodoncía: Interamericana; 1995.

16.Quijada L. Contaminación bacteriana de los conos de gutapercha como resultado de su almacenamiento y manipulación: Universidad de Talca; 2002.

17.Puentes G. Contaminación bacteriana de los conos de gutapercha: Universidad de Talca; 2003.

18.Fuenzalida J. Contaminación bacteriana de los conos de gutapercha como resultado de su almacenamiento y manipulación, y susceptibilidad ante tres agentes desinfectantes.: Universidad de Talca; 2007.

19.Frank RJ, Pelleu GB. Glutaraldehyde decontamination of gutta-percha cones. J Endod. 1983;9(9):368-71.

20.Mohammadi Z. Sodium hypochlorite in endodontics: an update review. Int Dent J. 2008;58(6):329-41.

21.Kanisavaran ZM. Chlorhexidine gluconate in endodontics: an update review. Int Dent J. 2008;58(5):247-57.

22.Siqueira JF, da Silva CH, Cerqueira M das D, Lopes HP, de Uzeda M. Effectiveness of four chemical solutions in eliminating Bacillus subtilis spores on gutta-percha cones. Endod Dent Traumatol. 1998;14(3):124-6.

23.Gomes BP, Ferraz CC, Vianna ME, Berber VB, Teixeira FB, Souza-Filho FJ. In vitro antimicrobial activity of several concentrations of sodium hypochlorite and chlorhexidine gluconate in the elimination of Enterococcus faecalis. Int Endod J. 2001;34(6):424-8.

24.Klager P, Dupont AA. The significance of environmental contamination of sealer and gutta-percha before endodontic obturation. Oral Surg Oral Med Oral Pathol. 1987;63(5):606-

25.Kayaoglu G, Gürel M, Omürlü H, Bek ZG, Sadik B. Examination of gutta-percha cones for microbial contamination during chemical use. J Appl Oral Sci. 2009;17(3):244-7.

26.Namazikhah MS, Sullivan DM, Trnavsky GL. Gutta-percha: a look at the need for sterilization. J Calif Dent Assoc. 2000;28(6):427-32.

27.Demiryürek Ebru Özsezer , Emek OE, Gözde Yk, Alper. Cii. Evaluation of microbial contamination of resilon and gutta-percha cones and their antimicrobial activities African Journal of Microbiology Research. 2012;6(33):6275-80.

28.Stabholz A, Friedman S, Heling I, Sela MN. Efficiency of different chemical agents in decontamination of gutta-percha cones. Int Endod J. 1987;20(5):211-6.

29.Ayhan H, Sultan N, Cirak M, Ruhi MZ, Bodur H. Antimicrobial effects of various endodontic irrigants on selected microorganisms. Int Endod J. 1999;32(2):99-102.

30.de Souza RE, de Souza EA, Sousa-Neto MD, Pietro RC. In vitro evaluation of different chemical agents for the decontamination of gutta-percha cones. Pesqui Odontol Bras. 2003;17(1):75-7.

31.Cardoso CL, Kotaka CR, Redmerski R, Guilhermetti M, Queiroz AF. Rapid decontamination of gutta-percha cones with sodium hypochlorite. J Endod. 1999;25(7):498-501.

32.Gomes BP, Berber VB, Montagner F, Sena NT, Zaia AA, Ferraz CC, et al. Residual effects and surface alterations in disinfected gutta-percha and Resilon cones. J Endod. 2007;33(8):948-51.

33.Valois CR, Silva LP, Azevedo RB. Structural effects of sodium hypochlorite solutions on gutta-percha cones: atomic force microscopy study. J Endod. 2005;31(10):749-51.

34.Short RD, Dorn SO, Kuttler S. The crystallization of sodium hypochlorite on gutta-percha cones after the rapid-sterilization technique: an SEM study. J Endod. 2003;2
9(10):670-3.

35.Valois CR, Silva LP, Azevedo RB. Effects of 2% chlorhexidine and 5.25% sodium hypochlorite on gutta-percha cones studied by atomic force microscopy. Int Endod J. 2005;38(7):425-9.

36.Goldberg F, Massone EJ, Pruskin E, Zmener O. SEM study of surface architecture of gutta-percha cones. Endod Dent Traumatol. 1991;7(1):15-8.

37.Prado M, Gusman H, Gomes BP, Simão RA. The importance of final rinse after disinfection of gutta-percha and Resilon cones. Oral Surg Oral Med Oral Pathol Oral Radiol Endod. 2011;111(6):e21-4.

38.Cardoso CL, Redmerski R, Bittencourt NdLR, Kotaka CR. Effectiveness of different chemical agents in rapid decontamination of gutta-percha cones. Brazilian Journal of Microbiology. 2000;31:67-71.

39.Redmerski R, Bulla JR, Moreno T, Garcia LB, Cardoso CL. Disinfection of gutta-percha cones with chlorhexidine. Brazilian Journal of Microbiology. 2007;38:649-55.

40.Fu Y, Zu Y, Chen L, Shi X, Wang Z, Sun S, et al. Antimicrobial activity of clove and rosemary essential oils alone and in combination. Phytother Res. 2007;21(10):989-94.

41.Höfling JF, Anibal PC, Obando-Pereda GA, Peixoto IA, Furletti VF, Foglio MA, et al. Antimicrobial potential of some plant extracts against Candida species. Braz J Biol. 2010;70(4):1065-8.

42.Brito-Júnior M, Nobre SA, Freitas JC, Camilo CC, Faria-e-Silva AL. Antibacterial activity of a plant extract and its potential for disinfecting gutta-percha cones. Acta Odontol Latinoam. 2012;25(1):9-13.

43.Salvia AC, Teodoro GR, Balducci I, Koga-Ito CY, Oliveira SH. Effectiveness of 2% peracetic acid for the disinfection of gutta-percha cones. Braz Oral Res. 2011;25(1):23-7.

Los conos de gutapercha se encuentran estériles de fábrica en sus dispensadores, tal como se expenden en el mercado
Sufren contaminación bacteriana como resultado de su almacenamiento y manipulación
La mayor contaminación bacteriana se produce a la semana de abiertas las cajas, luego se observa una disminución en el número de colonias presentes, dando lugar a la colonización por hongos filamentosos
El género bacteriano mas comúnmente aislado corresponde a Staphylococcus
CHX al 2% y 0,12% fue el único agente desinfectante que logro eliminar los microorganismos en un tiempo de 30 segundos.

Alcohol al 70% no es eficaz en la desinfección de conos de gutapercha.
NaOCl al 5% logra desinfección pero debe ser usado como mínimo 1 minuto
Una gran variedad de desinfectantes químicos se han utilizado para desinfectar los conos de gutapercha. Estos incluyen hipoclorito de sodio (NaOCl), glutaraldehído, alcohol, clorhexidina (CHX), peróxido de hidrógeno, yodo polivinilpirrolidona, y MTAD, (4, 6) sin embargo, en estos experimentos, los conos de gutapercha fueron infectados con bacterias seleccionadas arbitrariamente y no siempre son representativas de la flora real que se encuentran en los conos en un entorno clínico

Estudio con mayor tamaño muestral, con al menos 3 replicas del proceso de desinfección, con esto pueden aplicarse pruebas estadísticas como Kruskal Wallis
Pruebas más específicas como PCR para identificar con mayor exactitud a las bacterias encontradas
Investigar sobre los nuevos desinfectantes encontrados en la literatura, como Rosamarinus officinalis y ác. Peracético al 2%
Estudiar la posible alteración de superfie que sufren los conos de gutapercha al ser expuestos a desinfectantes
Sugerencias
Esterilidad de los conos de gutapercha en sus empaques sellados


Pang NS, no encontró crecimiento bacteriano en empaques recién abiertos, al tomar una muestra de 30 conos provenientes de 10 cajas distintas, no especifica si son de misma marca.


Seabra Pereira OL, no encontró crecimiento bacteriano en conos de gutapercha y resilon de diferentes marcas al ser tomados desde empaques recién abiertos.

Kayaoglu G, concluyó en su estudio que empaques no venían esteriles al tomar una muestra de 24 conos desde 12 cajas recién abiertas de conos de la misma marca en diferentes tamaños.


Demiryürek E, encontró crecimiento bacteriano en conos de gutapercha y resilon al tomar 144 conos desde 24 cajas recien abiertas de diferentes marcas comerciales.


Gomes BP, encontró que el contenido de los empaques de conos de una marca recién abiertos podría ser negativo, mientras que el contenido de otra marca podría ser positivo para el crecimiento microbiano.



Conos contaminados con Staphylococcus spp., Lactobacillus spp y Hongos levaduriformes
Gomes BP, al analizar la contaminación ambiental y por manipulación de conos de gutapercha encontró Staphylococcus en un 100% de los conos y Lactobacillus en un 13%.

Pang NS, en su estudio encontró un 20% de conos contaminados y todas las especies correpondieron a Staphylococcus.

Quijada L. evaluó la contaminacion ambiental de conos de gutapercha y encontró Staphylococcus epidermis y staphylococcus haemolíticus como las especies más comunes.

Puentes G. también encontró que las especies más comunmente encontradas fueron Staphylococcus epidermis y Staphylococcus saprophyticus.

Fuenzalida J. por su parte aisló Staphylococcus epidermis, Staphylococcus haemoliticus y Staphylococcus aureus desde conos contaminados por manipulación.

No se encontraron estudios que mostraran contaminación de conos ambiental o por manipulación con hongos de ningún tipo, varios estudios usan C. Albicans para probar efecto de agentes químicos, pero son contaminados in vitro.
Efectividad de Alcohol etílico al 70%
sólo Hongos desde 30" y Staphylococcus spp. desde 1'
Stabholz A, demuestra que el alcohol etílico 70º obtiene una completa acción desinfectante sobre Streptococcus y Staphylococcus sobre los 10 minutos y recién a los 60 minutos sobre Bacillus subtilis.

Ayhan H, demostró que alcohol etílico no fue efectivo en la desinfección de S.aureus, E.faecalis, S.salivarius, Str.pyogenes, E. coli and C. albicans.
NaOCl al 5% resulto efectivo en la desinfección de Staphylococcus spp., Hongos y Lactobacillus spp. sobre el minuto de acción

NaOCl al 0.5% sólo fue efectivo contra Staphylococcus spp.
Siqueira JF, concluyó que el hipoclorito de sodio al 5.25% fue efectivo en destruir esporas de Bacillus subtilis después de un minuto de contacto

Ozalp N, en su estudio encontró que 2.5% de hipoclorito de sodio era efectivo en la desinfección de conos de gutapercha contra esporas de Bacillus subtilis tras 5 minutos de exposición.

de Souza RE, evaluó la efectividad de 5.25% de hipoclorito de sodio contra E. faecalis, S. aureus, C. Albicans, esporas de B.subtilis y S. Mutans, el que demostró ser efectivo en la descontaminación de conos en 15 segundos.

Gomes BP, evaluó diferentes concentraciones de NaOCl y observó que hipoclorito de sodio al 5,25% desinfecta conos de gutapercha contaminados con esporas de B. subtilis después de 1 min de exposición, ya que se detiene la germinación y el crecimiento externo de endosporas bacterianas. Relacionó efectividad de NaOCl con concentración de éste.

Cardoso y da Motta, no están de acuerdo con estas conclusiones, ellos encontraron que hipoclorito de sodio al 0,5 y 1% toma sólo 5 y 1 minuto respectivamente, para matar S. aureus, cepas de E. coli y esporas de B subtilis.
Short RD, informó la presencia de un grupo de cristales cúbicos en la superficie de los conos desinfectados con NaOCl en diversas concentraciones desinfectantes y se sugirió que podría afectar el sellado apical en el momento de la obturación del conducto.

Pang NS, encontró estructuras con forma redonda que es probable que sean productos de lisis parciales de algunos componentes de los conos de gutapercha sumergidos por más de 5 minutos en hipoclorito de sodio.

Valois CR, reportó que hipoclorito de sodio al 5,25% había dado lugar a deterioro de la superficie de cono de gutapercha y que era debido a la pérdida de los componentes del cono por el agente oxidante.

Goldberg F, reportó que irregularidades profundas formadas a través de los conos de gutapercha pueden crear grandes lagunas interfaciales, aumentando el riesgo de brechas

Prado M, no encontró cambios topográficos ni antes ni después de enjuagar los conos sometidos a desinfección con CHX al 2%.

Gomes BP, evaluó alteraciones en la superficie de conos sometidos a desinfección con hipoclorito de sodio al 5.25% y clorhexidina al 2% , luego los enjuago con solución salina y los secó, no encontró alteraciones en la superficie de ninguno de los conos


Se recomienda luego de la desinfección usar alcohol al 70% o agua destilada para remover cristales
CHX tanto al 2% como el 0.12% resultó un desinfectante efectivo contra Staphylococcus spp., Lactobacillus spp. y Hongos levaduriformes desde 30 segundos de acción
Gomes BP, encontró que Clorhexidina líquida, puede desinfectar conos infectados con B. subtilis en forma vegetativa, y que sólo se tomó de 15 a 30 segundos. También es eficaz contra los microorganismos como C. Albicans, E. faecalis, S.aureus y S. Sanguis. En otro estudio, demostró que CHX al 2% es eficaz contra E. faecalis en 30 segundos.

Cardoso CL, encontró al testear el resultado de clorhexidina al 2% contra S. aureus, E. coli, E. faecalis y esporas de B. subtilis que después de 1 minuto de exposición resultó efectiva

Redmerski R, demostró que clorhexidina al 2% fue eficaz en la descontaminación de los conos de gutapercha dentro de los 5 minutos de exposición frente a E. Coli y esporas de B. Subtilis

Nabeshima CK, concluyó que clorhexidina al 2% fue el agente químico de más rápida acción para eliminar E. faecalis y cultivo mixto de saliva, necesitando 1 minuto.
Siqueira JF, encontró que la solución de clorhexidina al 2% no desinfectó conos de gutapercha contaminados con esporas de B subtilis después de 10 minutos de exposición


Gomes BP, mostró que 0,2%, 1% y 2% de clorhexidina, líquida y gel, no fueron eficaces en la desinfección de alto nivel de los conos de gutapercha contaminados con esporas de B subtilis, incluso después de 72 horas de contacto
Nuevos agentes en la desinfección de conos de gutapercha

Brito-Júnior M, encontró que 5 minutos de exposición el extracto de Rosmarinus officinalis, fue eficaz en la desinfección de los conos de gutapercha contaminados con E. Faecalis, presentando un efecto similar a los de soluciones de clorhexidina al 2% e hipoclorito de sodio al 2.5%, en el mismo período de tiempo


Salvia AC, evaluó la eficacia del ácido peracético al 2% para la desinfección de conos de gutapercha contaminados in vitro con Escherichia coli, Staphylococcus aureus, Streptococcus mutans, Candida albicans y Bacillus subtilis (en forma de esporas) y concluyó que la solución de ácido peracético al 2% era eficaz contra las biopelículas de los microorganismos ensayados en los conos de gutapercha en 1 minuto de exposición
Julio, 2013
Se realizó 3 veces
con un total de 48 conos
Los conos fueron sumergidos en tubos de ensayo estériles que contenían caldo de soya tripticasa e incubados a 37°C por 24 horas en estufa de cultivo
Nabeshima encontró que hipoclorito de sodio al 1%, no resulta eficaz en la desinfección de E. Faecalis, durante un minuto, requiere un tiempo de acción de a lo menos 10 minutos.


El hipoclorito de sodio es efectivo después de 1 minuto de acción y en ese tiempo no provoca alteraciones significativas en la estructura del cono de gutapercha.
(Gomes, da Motta, Valois)
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